2 Материал и методики
В основу работы положены материалы исследований, проведенные с 1990 по 2012 г. на ЛРЗ Курильский и Рейдовый, расположенных на острове Итуруп Курильской гряды и ЛРЗ Лесной – в Корсаковском районе Сахалинской области (Рисунки 3а и 3б).
а б
Рисунок 3 – Район проведения исследований
а) – Лесной ЛРЗ; б) - Рейдовый и Курильский ЛРЗ)
В качестве объектов исследований использованы горбуша (Oncorhynchus gorbusсha Wallbaum, 1869) и кета (O. keta Wallbaum, 1869) на разных этапах онтогенеза (эмбрионы, предличинки, личинки, молодь и половозрелые особи) в условиях искусственного воспроизводства.
Измерение параметров среды во время прохождения стадий онтогенеза горбуши и кеты проводили в условиях производственных предприятий. Температуру воды измеряли три раза в день: в 9:00, 14:00 и в 18:00, отдельно для каждого из видов, используя термометр ртутный стеклянный лабораторный TL (всего обработано 106 380 измерений). Содержание растворенного кислорода контролировали три раза в день (используя термооксиметр) в период выдерживания производителей в садках, и при выращивании молоди, а также ежедекадно в процессе инкубации, выдерживания предличинок и подращивания личинок (всего обработано 61 776 показаний). Расход воды в период инкубации икры, выдерживания предличинок и подращивания личинок измеряли ежедекадно, во время выдерживания производителей горбуши и кеты в садках и выращивания их молоди - два раза в день. Расход воды в единицу времени в инкубационных аппаратах и питомных каналах определяли расчетным методом, на основании пропускной способности водоподающих труб, снабженных шаровыми кранами (всего обработано 41 976 данных).
При непосредственном участии автором был собран материал в период с 1994 по 1999 год на ЛРЗ Рейдовом, с 2009 по 2012 год – на ЛРЗ Лесном, с 2009 по 2013 гг. – работая в СахГУ.
Градусодни (гр/дн) считали, как сумму тепла, накопленную организмами за время развития.
Для измерения абиотических параметров среды применяли следующее оборудование:
для измерения температуры воды применяли термометр ртутный стеклянный лабораторный TL в оправе Фусса (от 0 до 50°С, цена деления 0,1°С); максимальная глубина измерения – 5 м. Измерение проводили следующим образом: термометр опускали в воду, 2–3 раза воду набирали в стакан и сливали. После термометр опускали в вертикальном положении в воду на 5 минут, поднимали до уровня глаз и по шкале определяли температуру воды;
термооксиметр «Horyba» японского производства, с цифровым жидкокристаллическим индикатором, предназначенный для оперативного измерения содержания растворенного кислорода и температуры воды непосредственно в водоеме. Технические характеристики термооксиметра приведены в приложении.
Биологический анализ производителей и молоди выполняли по стандартной методике измерения лососевых рыб [112]. Во время биологического анализа собирали отолиты, согласно «Методике массового маркирования отолитов» [1; 155].
Для определения количества икринок в навеске взвешивали обе гонады, затем из середины одной из них брали навеску в 20 г для горбуши и 50 г для кеты и просчитывали в ней количество икринок. После этого пересчитывали количество икринок на всю массу гонад и, тем самым, рассчитывали величину абсолютной плодовитости самки лососей в конкретное время хода. После определения плодовитости 50-ти самок определяли среднюю плодовитость на момент отбора пробы. Для определения популяционной плодовитости, определение индивидуальной производили трижды во время нерестового хода: в начале, середине и конце. Полученные значения взвешивали на долю особей в каждом из подходов и тем самым получали средневзвешенное значение плодовитости, которое, в большинстве случаев, можно принять за популяционную плодовитость.
Рабочую плодовитость определяли во время сбора половых продуктов. Её значение равно абсолютной за вычетом икринок невыметанных или недозревших, оставшихся в брюшной полости.
Возраст производителей кеты определяли по чешуе. Пробы чешуи для определения возраста брали во втором—третьем ряду выше боковой линии за вертикалью, проходящей сзади спинного плавника.
Биологический анализ икры выполняли по следующей схеме: набирали 100 икринок одной партии из разных инкубационных аппаратов в чашку Петри, обязательно закрывая крышкой во избежание высыхания. Биологический анализ икры проводили на 3-х стадиях развития:
– оплодотворенной икры;
– после набухания;
– перед выклевом.
Количество икринок в каждой пробе – не менее 100 штук. Пробы брали отдельно из первой, средней и последней партий сбора в течение всего периода наблюдений. Анализ включал в себя: А/Д икры – диаметр икринки в мм; Б/Р икры – вес икринки в мг.
Диаметр икринки определяли с помощью окуляр – микрометра МБС-9 или «методом средних». На миллиметровую металлическую линейку укладывали плотный ряд из 10 икринок и определяли их суммарный диаметр (Рисунок 4). Среднее значение из суммарных диаметров 100 икринок дает размер диаметра икринки в пробе.
Рисунок 4 – Измерение диаметра икры кеты с применением мерной линейки
Вес икры определяли как средне взвешенную величину из 100 икринок. Взвешивание производили на электронных весах «Sartorius». Технические характеристики весов представлены в таблице 4 Приложения В. Данные заносили в журнал биологических анализов икры, где указывали вид рыбы, дата анализа, место взятия пробы (№ аппарата), номер партии, количество градусодней.
Биологический анализ свободных эмбрионов и личинок. Частота проведения анализа – 1 раз в месяц. Количество эмбрионов в пробе 100 штук. Пробы брали от первой, средней и последней партий сборов, причем от одних и тех же в течение всего рыбоводного цикла. Пробу отбирали в различных местах питомного канала. Свободных эмбрионов и личинок фиксировали следующим образом: пробу помещали в стакан с 4 % раствором формалина на 15–20 минут, после чего личинок промывали в чистой воде, обсушивали в марлевой салфетке и сразу производили промеры и взвешивание. При длительном выдерживании пробы в формалине может наблюдаться искажение весовых данных, по этой причине пробы фиксировали не более 15–20 минут. Перед измерениями свободного эмбриона и личинку расправляли, так как в растворе формалина форма тела может деформироваться. Определяли следующие параметры свободных эмбрионов (Рисунок 5) и личинок: длина АС в мм, длина АД в мм, общий вес в мг и вес желточного мешка в мг. Весовые показатели определяли на электронных весах «Sartorius» с точностью до 1 мг (Таблица 1 Приложения В).
Рисунок 5 – Измерение длины свободного эмбриона кеты
Желточный мешок перед взвешиванием отделяли от личинки с помощью препаровальной иглы или скальпеля. Работу по отделению желточного мешка проводили очень внимательно, тщательно отделяя желточный мешок от кожного покрова и внутренних органов, так как этот показатель является наиболее важным при оценке степени развития свободных эмбрионов и личинок.
Средний вес личинок и желточного мешка получали путем деления суммы весовых показателей на количество рыб в пробе [83].
По результатам осредненных данных вычисляли следующие показатели:
– запас желточного мешка в % от первоначального веса, определяли по формуле: Вес желточного мешка (Р ж.м.)(на отчетную дату) × 100 % / Вес желточного мешка (Р1 ж.м.) (первоначальный);
– резорбцию желточного мешка в мг за отчетный месяц – показывает какое количество желтка израсходовано за отчетный месяц, определяли по формуле: Р ж.м. в предыдущий месяц – Р ж.м., полученный по анализу месячной резорбции желточного мешка в мг;
– доля желточного мешка от общего веса личинки (%) – вычисляли за весь период развития 2 раза – после выклева и на момент поднятия на плав. Этот показатель использовали для оценки влияния абиотических факторов на ход развития лососей и для накопления биостатистического материала.
Отклонения от оптимума считали в относительных величинах (Ϫ от среднемесячных значений температуры на каждом этапе).
Обработку и анализ данных осуществляли в программах Microsoft Office Excel и R-Statistica. Для построения картосхем расположения рыбоводных заводов использованы космоснимки Google Earth.
|
